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在無數實戰經驗中，制備高質量的單細胞懸液被*為重中之重。實驗過程中，如單細胞活性不高，細胞數過低，以及污染和雜質等問題，都會影響到有效單細胞數的產出、單細胞核酸的質量等，zui終得到的單細胞數據分析及統計結果不可信。

那么，組織如何解離？需要選什么酶？還需要注意什么？古朵生物根據相關文獻整理了單細胞懸液制備的方法和小貼士，讓我們一起來解決單細胞研究方案中的攔路虎。

實體組織解離關鍵——酶的合理選擇

實體組織解離兩大步驟，包含機械分離和酶消化處理。

首先，組織需要通過物理切割或刀片切碎，然后通過酶消化來分離細胞。特定的組織消化酶及消化時間不同，相關建議可參考如下表格：人和小鼠的部分組織類型——肝臟、肺、皮膚、脾臟、消化道、胰腺、腎臟、視網膜等。

表1 人鼠各類型組織酶解單細胞懸液方法總結[1]

除此之外，常用酶的類型還包括：Accutase?、彈性蛋白酶和膠原酶，以及商業酶混合物，如 TrypLE Express 和 Liberase Blendzyme 等。

血液處理成關鍵——離心穩定操作[1]

樣品經過密度離心(例如使用Ficoll-Paque或Histopaque-1077技術)，可以直接用于外周血單核細胞（PBMC）捕獲[1]。

建議不少于5mL EDTA 抗凝血，且不要使用肝素抗凝管收集血液；同時注意在合適轉數離心操作后，管中內容物分為三層，上層為血漿（內含細胞碎片），中間層為分層液，底層為紅細胞，在上、中層液體界面處可見到乳白色混濁的單核細胞層（ 白膜層，薄）。此時，需使用無菌吸管小心沿離心管壁周緣吸取界面層單核細胞后，再加入HBSS /PBS重懸。更多注意事項請參見華大科技單細胞送樣建議。

單細胞懸液制備的8條建議[1]

1. 建議采用無菌樣品處理方式，包括使用不含核酸酶的試劑和耗材。

2. 為降低對細胞的損傷，移液和離心應保持在zui低程度。在一定的離心速度、時間和溫度下，細胞濃度和大小直接影響制備的效率。

3. 在進行細胞清洗和重懸過程中，使用具有合適大小的器皿，避免高濃度導致細胞集聚和結塊，請注意選擇。

4. 應使用適當大小的細胞過濾器過濾懸浮液，孔徑大于細胞直徑，以去除團塊和碎片。

5. 細胞清洗和復蘇，推薦使用含牛血清的磷酸鹽緩沖鹽水(不含鈣和鎂)，減少細胞損失和聚集的白蛋白。

6. 細胞裂解升高可導致細胞團塊形成，在細胞分離過程中，DNase I可減少細胞團塊形成。

7. 細胞團塊會導致自動細胞計數器低估單個細胞的有效濃度，因此制備后應盡快處理懸浮液，在30分鐘內處理。

8. 總之，在單細胞制備中，盡可能減少細胞聚集物、死亡細胞、非細胞核酸和逆轉錄(RT)抑制劑是非常重要的。為了在zui大限度地提高不同細胞類型的純度和無偏回收率的同時，zui小化這些污染物，可能需要應用優化，例如，調整洗滌步驟的數量、洗滌溶液的組成、離心條件和/或過濾器類型。